遺傳圖是隨染色體部分連鎖的發現而發明的。
壹條染色體上有許許多多的基因，減數分裂中同源染色體分離，壹條染色體上的基因在理想狀態上應壹起分配給配子，然而事實並非如此。因為在減數分裂第壹次分裂前期染色單體會發生斷裂以及DNA片段的交換，從而發生染色體的部分連鎖現象。測序發明以前，基因連鎖或部分連鎖都是通過表型觀察確定的。
對於部分連鎖，人們早期通過表型發現 不同基因間 連鎖發生的頻率有差異。於是摩爾根的學生Arthur Sturtevant假設染色單體特定位點交換是壹個隨機事件，在壹對並列的染色單體的任何位置發生交換的概率是相同的。基於以上假設，相鄰的兩個基因由於交換而分開的概率將低於距離較遠的兩個基因（因為相鄰基因即便交換也更偏向於壹起）。進壹步說，基因間因交換而失去連鎖的概率與它們在染色體上的距離成比例。因此用重組頻率（recombination frequency）可衡量兩個基因間的距離。通過計算不同基因對之間的重組頻率，就能構建出顯示基因在染色體上相對位置的圖（遺傳圖）。
遺傳圖的缺陷： 遺傳圖的分辨率依賴於所得到的交換數目 。對於人類及其他大多數高等真核生物來說，不可能獲得巨大數量的後代由於遺傳學研究。 遺傳圖的準確率有限 。Sturtevant的假說認為交換在染色單體上隨機發生，但由於重組熱點的存在，使這壹假說不完全正確。為獲取更精確的基因組圖譜，物理圖的繪制方法被發明出來。其中最重要的為： 限制性作圖（restriction mapping）、熒光原位雜交（fluorescent in situ hybridization, FISH）、序列標記位點（STS）作圖（sequence tagged site mapping） 。
該方法的基本思想是比較壹個DNA分子被兩種識別不同靶序列的限制酶切割所產生的片段的大小，切割產物可用電泳檢測（圖1）。對於無法確定順序的片段，可通過 部分限制性酶切 （partial restriction）的方法產生壹套含有部分消化的產物，以此分析片段的可能排序。還有壹種改進的方法（圖2），即在部分消化前將放射性或其他類型標記物加到要分析的DNA分子兩端，於是在熒光指導下對可見酶切片段進行排序，簡化了部分酶切的篩選流程。
限制性作圖的規模受限於限制性片段的大小 。由於限制性位點在DNA序列中多而密集，使得消化產物在瓊脂糖凝膠中重疊或發散。因此限制性作圖最適用於小分子。當然也可依靠某些“ 稀有酶 ”進行切割，獲取較小數量的片段。如能特異性識別7個或8個核苷酸的 Sap I、 Sgf I。對於GC含量為50%的DNA分子，這些7核苷酸酶平均每4^7=16384bp有壹個切點。除“稀有酶”外，還有某些特異性序列對人類基因組而言存在較少，利用這類序列相對應的限制性內切酶進行切割，也能獲得類似的結果。
由於使用“稀有酶”制作長序列片段，普通的電泳無法勝任對它們的分離工作，因為長片段容易纏繞，分子間作用更頻繁。為此，必須使用更復雜的電場代替普通的線形電場。例如， 正交變電場凝膠電泳 （orthogonal field alternation gel electrophoresis, OFAGE）等。
除電泳外，還可利用其它方法對DNA分子的限制性位點作圖。可以通過直接在顯微鏡下觀察檢測限制性酶切位點，這壹技術稱為 光學作圖 （optical mapping），常用的兩種方法是 凝膠拉伸 （gel stretching）與 分子梳理 （molecular combing）（圖3）。制作好的DNA纖維，利用熒光染料染色，再用限制性酶切割，通過熒光顯微鏡便可觀察到切口的相對位置。
與光學作圖類似，FISH能夠直接顯示標記序列在染色體或伸展的DNA分子上的位置。在FISH中，標記物是壹段DNA序列，通過用熒光探針與其雜交而顯現出來。應用該方法時，需打開維持染色體DNA雙螺旋結構的堿基配對，以使其形成單鏈分子（即DNA“變性”），只有這樣才能形成雜交。 使染色體DNA變性而不破壞其形態的標準方法是將染色體在載玻片上幹燥，再用甲酰胺處理 。
如果探針是長的DNA片段，便可能存在壹些重復的DNA序列（DNA序列中間隔存在的串聯或非串聯重復片段），因此探針可能與染色體上的多個位點雜交，而不僅僅發生在其精確匹配的特異性位點上。為降低這種非特異性雜交，探針在使用前要與來自被研究組織中的未標記DNA混合，於是加入富含重復序列的片段，來鎖閉探針中的重復序列。這樣，便使得原位雜交反應完全由單壹的序列驅動。
壹次FISH實驗僅能獲得不超過3個或4個標記的圖譜位點，數據積累慢，耗時長。因此，要使詳細的物理圖譜成為現實，需要更有效率的技術。目前最有效的作圖技術，也是能對大型基因組產生最詳盡圖譜的技術，是 STS作圖 。壹個序列標記位點（STS）是壹段短的DNA序列，通常為100-500bp，易於識別，且在擬研究的染色體中僅出現壹次。完成壹套STS圖譜需要收集來自單條染色體或壹個完整染色體或基因組的重疊的DNA片段。
其基本原理如下圖所示（圖5）。在收集作圖必需的數據時，需排列每壹個STS，了解哪些片段包含有哪些STS。這些可以通過雜交分析來完成，但通常會使用PCR的方法，因為PCR更快捷。具體方法為將研究所用的DNA隨機打斷（需有6套壹致的DNA片段供打斷），然後依次采用單個STS檢測它們所在的DNA片段，其中STS為人工合成並帶有熒光標記，通過PCR在含有STS配對的片段上延伸。若兩個STS距離足夠近，那麽它們出現在同壹片段的概率將較大，利用熒光顯微鏡可以在多條片段上觀察到間隔壹致的兩個標記。反之，兩個標記距離越遠，位於同壹片段的概率就越小。實際上，與連鎖分析計算圖距的方式類似，STS圖距是根據 分離頻率 計算的，而不是觀測到的影像距離，因為距離相近的標誌物利用信號的有無作頻率判別的依據較距離觀測更容易、也更精確。基於此，以STS為物理標誌的物理圖譜得以完成。
以上過程留有兩個需要補充說明的問題。
第壹關於 STS的選擇 。任何壹個唯壹的DNA序列均可作為STS，但需滿足兩個條件。首先， 它的序列必須是已知的 ，以便用PCR方法檢測該STS在不同DNA片段中存在與否。其次， STS必須在擬研究的染色體上有唯壹的定位 ，如果是多拷貝，將無法準確獲取各標誌物間的物理距離。
第二關於 STS作圖的DNA片段 。其壹來源是像前面所說的通過隨機打斷構建的文庫。打斷全DNA目前常用兩種方法： 超聲打斷 和 酶打斷 。超聲打斷壹般使用的儀器為Covaris系列，酶打斷可用片段化酶。這種隨機打斷的序列片段擁有重疊區，因而能組成克隆重疊群（clone contig），從而具備構建克隆文庫的條件。只需將隨機片段克隆到適當載體上，便制成了多個克隆文庫的集合（起初有幾套DNA就有幾個克隆文庫）。反之若擁有目的DNA的 克隆文庫 ，與支持測序工作壹樣，它們也可用作STS分析。第二種來源是 放射雜交體 （radiation hybrid），這是種含有其他生物體染色體片段的嚙齒類動物細胞。這項技術首先發展於20世紀70年代，當時人們發現將人類細胞暴露於3000-8000拉德劑量的X射線中，會使染色體隨機斷裂成碎片，放射劑量越大，產生的片段越小。這種處理對人類細胞是致死的，但若將瘦果照射的細胞與未經照射的倉鼠細胞或其他嚙齒類細胞融合後，染色體碎片可以傳遞給後者。可利用化學試劑（如聚乙二醇）處理或暴露於仙臺病毒中促進兩種細胞融合。這種方法為STS作圖提供所需的DNA片段，在人類基因組計劃作圖階段發揮了重要作用。但實驗對象似乎集中於動物。
總言之，基因組圖譜繪制的方法多種多樣，可以說各種圖譜所能反應的DNA信息各不相同，各有其獨到之處。例如STS圖譜最為精確，但仍可能未包括所有的限制性位點，且其定位的DNA片段沒有針對性，而限制性圖譜則能將有用的限制性位點進行精準標定，盡管其要實現大序列片段的標定較為困難。又熒光原位雜交所得圖譜較STS作圖更直觀，也更具針對性，操作不算復雜。與物理圖譜相比，遺傳圖譜出現較早，精度與分辨率不高，但其繪圖思想為STS作圖提供思路，即憑借表型顯隱性或信號的有無，計算頻率，繪制圖譜。
基因組圖譜繪制有什麽用？這在上述技術發明的初期恐怕未能明了。但隨DNA測序的提出，以及不再是遙不可及的概念時，人們意識到基因組圖譜能為測序提供框架。這是因為高等真核生物全基因組往往存在大量的重復區域，簡單的重疊區拼接會在這些區域發生錯位。因此事先繪制的圖譜中，覆蓋全基因組的各類標誌物，無論是基因、限制性位點、STS位點等都能發現並對錯誤進行校正，基因組圖譜能為後續基因組拼接與組裝提供極大便捷。此外，將測序結果與基因組圖譜結合，能將基因及其他有意義的特征定位於DNA序列中，以便後續開展限制性酶切、功能分析、遺傳診斷等各方面的研究。早期對不同序列位點的研究成果積累，以及測序技術發展後對不同類群模式物種及相關物種全基因組序列的獲取，才得以掌握大量基因組、轉錄組的信息。
既然基因組圖譜能為所測序列的拼接組裝提供參考，那麽作圖是測序的必要前提嗎？關於這個問題，待更新至測序相關篇章時再做解答較合適。但就目前已知，小基因組的測序如細菌等，運用鳥槍法便能完整拼接，無需通過圖譜校正。
[1] T. A. 布朗. 基因組3[M]. 第壹版. 北京: 科學出版社, 2009.
[2] 田雨. 基於單拷貝序列的桑樹染色體熒光原位雜交分析[D]. 西南大學, 2021. DOI:10.27684/d.cnki.gxndx.2021.002123.